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Breve saggio sull'acquacoltura

Scritto da Vincenzo dott Pennone. Postato in Riproduzioni ed allevamento

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avannottoIncuriosito dalla realtà dell’acquacoltura, ho voluto approfondire l’argomento nel corso dei miei studi ed ora condivido una parte delle nozioni imparate con voi tutti che avrete la pazienza di leggere

queste pagine.

Ho cercato di semplificare il più possibile l’argomento, senza entrare troppo nei dettagli fisiologici, chimici e fisici che stanno dietro a tutta questa realtà.
Ringrazio tutti coloro che hanno contribuito alla mia formazione personale in questo campo, i professori, i colleghi e gli autori dei testi e delle immagini, tutti citati nel testo come è giusto che sia. Vi lascio, quindi, alla lettura di questo breve ma intenso saggio perché possa essere per voi informativo e magari stimolare la vostra curiosità verso questa realtà assolutamente affascinante ed in continuo sviluppo per garantire i migliori risultati cercando sempre di rispettare l’ambiente.

1. Introduzione all’acquacoltura
Per acquacoltura si intende l'allevamento di organismi acquatici (pesci, molluschi, crostacei e piante) nei fiumi, nei laghi, nelle valli, nelle lagune, in mare (Circolare FAO 815).

L’acquacoltura è una realtà presente nella storia dell’uomo fin dall’antichità. I reperti archeologici hanno rivelato testimonianze circa l’utilizzo di tecniche per allevare pesci e crostacei in zone circoscritte, così da poterne avere a disposizione quote maggiori rispetto a quelle della pesca tradizionale.

In funzione del tipo di ambiente di allevamento si può distinguere l’acquacoltura marina da quella continentale o di acqua dolce.

In relazione alle specie allevate si può suddividere il settore in ulteriori grandi comparti quali: Piscicoltura, Molluschicoltura, Crostaceicoltura e Alghicoltura.

Possiamo distinguere tre tipi principali di acquacoltura: Estensiva, Semintensiva ed Intensiva.

L’acquacoltura estensiva prevede di sfruttare bacini naturali, di impiantare degli avannotti e lasciarli crescere in maniera naturale per poi ripescarli al raggiungimento della taglia commerciale. Data la sicura presenza di altre specie che andranno ad equilibrarsi con le specie d’interesse commerciale, questo tipo di acquacoltura contribuisce alla conservazione della biodiversità, ed anche se l’obiettivo del produttore è quello di ridurre la diversità biologica canalizzando tutta l’energia verso la produzione di poche specie “foraggio” e di pochissime specie “prodotto”, la natura degli spazi sfugge al controllo e genera comunque ambienti di tipo naturale, con la presenza di varie specie tipiche delle comunità proprie delle latitudini in cui si opera. I limiti di queste forme di allevamento sono rappresentati dalla necessità di disporre di vaste superfici e dalla difficoltà di controllo degli uccelli ittiofagi. I vantaggi sono, da un lato, l’elevata qualità dei prodotti, se si opera con acque non inquinate, dall’altra, la possibilità di ricevere “buoni punteggi” nel processo di certificazione ambientale su cui si ripongono alcune aspettative.

L’acquacoltura semintensiva sfrutta anch’essa recinzioni naturali, tuttavia prevede degli interventi dell’uomo durante l’accrescimento delle specie allevate. L’alimentazione è mista, naturale ed artificiale, talvolta si ricorre ad ossigenare le acque e a seconda delle esigenze ci possono essere trattamenti dei reflui.

L’acquacoltura intensiva può essere installata a terra o in mare (Figg 1 e 2) ed in entrambi i casi la resa di pesce alla fine di ogni ciclo di accrescimento (fasi di preingrasso ed ingrasso) è di gran lunga maggiore rispetto all’acquacoltura estensiva e semintensiva.

Per ottenere questa resa maggiore bisogna introdurre dall’esterno ciò che il sistema naturale non è in grado di fornire in quantità adeguate per sostenere una maggiore biomassa: nell’ordine cibo, ossigeno e la rimozione dei cataboliti.

Le tipologie dei sistemi di allevamento sono molto varie, sia per dimensioni che per forma e materiali costruttivi.

Le differenti tipologie possono essere ricondotte a tre principali categorie: impianti a stagni, a raceways e a vasche. Fra queste tipologie esistono tutte le forme di transizione possibili.

Gli impianti di terra sono più costosi nell’allestimento rispetto alle gabbie a mare, in quanto necessitano di maggiori apparecchiature oltre alle vasche: un sistema di pescaggio dell’acqua dal mare oppure da pozzi artesiani, eventuali sistemi di filtraggio e di trattamento delle acque, una rete di raccolta dei reflui, un bacino di sedimentazione delle acque reflue ed ovviamente un laboratorio per le analisi chimiche e microbiologiche.

Gli impianti a mare sono costituiti da 4 categorie di gabbie: fisse, galleggianti, ad assetto variabile (sommergibili) e sommerse (Fig 3). In generale un impianto a gabbie costa meno di uno da terra, in quanto non è prevista l’impiantistica descritta per quest’ultimo, tuttavia il concepimento di una nuova azienda di piscicoltura deve prevedere uno studio della costa per individuare il luogo adatto all’installazione dell’impianto (Siting), in zone dove c’è un buon ricircolo di acqua e una profondità di almeno tre volte l’altezza della gabbia. Viene studiato il moto ondoso per stabilire le modalità di ancoraggio della gabbia, il tipo di gabbia da utilizzare e ovviamente l’impatto ambientale.

 

2. Le avannotterie

Sino alla fine degli anni ’70, la piscicoltura in Mediterraneo era basata esclusivamente sulla raccolta in natura di giovanili per l’allevamento in sistemi estensivi e semintensivi. Dagli anni ’80, lo sviluppo di tecniche di allevamento intensivo, e la scarsa disponibilità di avannotti selvatici, in particolare per la spigola e l’orata, ha determinato un forte aumento della richiesta di avannotti, stimolando la messa a punto di tecniche per la produzione ed il trasporto di uova, larve e giovanili. Dai primi anni ‘90 la standardizzazione di queste tecniche per diverse specie ittiche ha, di fatto, permesso l’industrializzazione dell’acquacoltura.

Alcuni passaggi chiave che hanno permesso la definizione delle tecniche di riproduzione controllata sono stati:

• Sintesi e preparazione di principi ormonali in grado di indurre l’ovulazione e lo spawning (Deposizione delle uova);

• Applicazione di tecniche di termo e fotoperiodo per estendere il periodo riproduttivo;

• Messa a punto di tecniche per il mantenimento di colture parallele, adeguate per le diverse specie di larve, ai vari stadi di sviluppo, e migliorate in contenuto grazie all’uso di arricchitori;

• Sviluppo di tecniche per la preparazione di alimenti inerti, per sostituire parte dell’alimento vivo e ridurre i costi di produzione;

• Sviluppo di tecniche di allevamento in grado di soddisfare le esigenze trofiche ed ecologiche delle larve e di ridurre l’incidenza di malformazioni negli avannotti prodotti;

• Sviluppo di sistemi di automazione e controllo degli ambienti d’allevamento;

• Adozione di metodi di profilassi diretta ed indiretta per prevenire la diffusione dei più comuni agenti patogeni.

Per quanto riguarda gli organismi destinati alla produzione dei gameti, in genere sono prelevati in natura, per favorire la variabilità genetica, a meno che non si abbia l’esigenza di effettuare una selezione, per cui provengono da individui allevati in cattività.

Nella maggior parte delle avannotterie mediterranee la scelta di un individuo come riproduttore è basata, tuttora, su criteri empirici quali: le caratteristiche morfologiche e morfometriche del soggetto, le performances di crescita e di rusticità. Un primo effettivo passo per il miglioramento dei parchi riproduttori è stato introdotto recentemente in alcune avannotterie e prevede la marcatura dei riproduttori, la registrazione delle performances del riproduttore come la taglia di prima maturità sessuale, fecondità, qualità delle uova, e della progenie (percentuali di schiusa, crescita e sopravvivenza larvale).

Nelle avannotterie si eseguono molte operazioni per gestire al meglio la riproduzione. Le più importanti sono:

1) Mantenere una dimensione dello stock in allevamento in grado di assicurare la produzione desiderata di uova e di giovanili di diverse taglie; il numero di riproduttori può variare in funzione della specie o in funzione della fecondità e delle performances degli stadi larvali;

2) Aumentare l’efficienza riproduttiva e favorire i comportamenti riproduttivi naturali della specie per ottenere deposizioni spontanee. Si ricercano, quindi, ambienti di allevamento adeguati, che possono essere diversi perché diversi sono i pattern riproduttivi ed i comportamenti delle diverse specie. Le vasche di stabulazione possono variare per dimensioni, profondità, idrodinamismo, e diverse sono le densità di allevamento ed il rapporto tra maschi e femmine che deve essere mantenuto. Ad esempio, nel caso dei riproduttori di Sparidi, che comprendono sia specie ermafrodite proterogine che proterandrie, è di fondamentale importanza controllare ad ogni stagione riproduttiva la presenza di entrambi i sessi nella giusta percentuale, per non ritrovarsi con uno squilibrio dovuto ai cambi di sesso legati all’età dell’individuo, che può danneggiare enormemente la resa riproduttiva;

3) Assicurare una dieta equilibrata, in particolare durante la gametogenesi, ricca in lipidi e acidi grassi insaturi, vitamina E e C. La deficienza di queste sostanze, infatti, riduce la qualità delle uova e delle larve. L’utilizzo di diete fresche nel periodo pre-riproduttivo, per migliorare la condizione nutrizionale dei riproduttori, è un procedura comunemente utilizzata. Ha tuttavia l’inconveniente di non permettere una formulazione bilanciata delle diete e di aumentare sensibilmente il rischio di introduzione di patogeni in allevamento;

4) Mantenere lo stato di salute dei riproduttori, applicando protocolli di quarantena, profilassi e terapia. I moderni programmi di prevenzione e controllo delle patologie nei parchi riproduttori prevedono: l’individuazione e la rimozione dei riproduttori affetti e la sostituzione con soggetti sani, riproduttori indenni cioè da patogeni trasmessi verticalmente; la riduzione dello stress; la selezione di riproduttori resistenti ai più comuni patogeni; il trattamento terapeutico dei riproduttori, quando necessario.

 

3. Allevamento di specie eurialine

Le specie eurialine sono organismi che trascorrono parte del loro ciclo vitale in mare e parte in acque salmastre e a volte addirittura in acque dolci.

In Italia la moderna piscicoltura marina è derivata dalle esperienze della vallicoltura per la fase di ingrasso del prodotto, e dalla troticoltura per la definizione delle tecniche di riproduzione controllata. Nei primi anni ’80, l’affinamento delle tecniche di allevamento e di alimentazione e la messa a punto di tecniche di riproduzione controllata hanno spostato gradatamente l’interesse verso pratiche di allevamento intensivo, sia nell’ambito della vallicoltura, sia al di fuori di essa, con lo sviluppo di impianti costieri sulla terraferma ed in mare. L’allevamento delle specie ittiche eurialine viene effettuato seguendo sostanzialmente due scelte tecnologiche: l’allevamento estensivo o semintensivo e l’allevamento intensivo sia a terra che in gabbie.

 

3.1 La Spigola (Dicentrarchus labrax)

La spigola o branzino, (Dicentrarchus labrax, Fig 4) della famiglia dei Moronidi, ha colore grigio-verdastro sul dorso, con qualche possibile punteggiatura nera in fase giovanile e ventre argenteo. Due pinne dorsali ben definite, opercolo con due spine e preopercolo spinoso lungo il bordo inferiore. Squame cicloidi tra gli occhi e denti aguzzi e sottili (Fig 5). In natura vive in Atlantico, dalle Canarie alla Norvegia, in Mediterraneo e nel Mar Nero. Specie ad elevata eurialinità, dal mare penetra all’interno degli ambienti salmastri e dei fiumi, adattandosi anche ad acque a bassissima salinità. E’ una specie a sessi separati, in natura si riproduce nei mesi invernali e può raggiungere fino a 12 kg di peso. Le uova sono pelagiche con diametro di 1,14-1,16 mm (Fig 6) e vengono prodotte in misura di circa il 12% del peso corporeo della femmina. È, insieme all’orata, la prima tra le specie pregiate eurialine che è stata riprodotta in condizioni controllate ed allevata in sistemi intensivi. La gran parte degli avannotti di branzino utilizzati per le semine sono prodotti in moderne avannotterie, che utilizzano tecniche di allevamento larvale intensivo (Fig 7). Le larve vengono allevate in piccoli moduli intensivi, sia a ciclo chiuso che aperto, a densità elevate (30-150 larve/l) ed alimentate con prede vive (Brachionus plicatilis ed Artemia salina Figg 8 e 9), secondo protocolli di allevamento ed alimentazione che variano in base alle scelte tecnologiche adottate. In alcune avannotterie intensive, le prede vive sono sostituite, fin dai primi stadi larvali, da alimento inerte microincapsulato (250-700 µm) per ridurre i costi di alimentazione e di gestione.

Oramai si utilizza sempre più spesso il metodo dei “Grandi Volumi”, ossia grandi ambienti di allevamento, basse densità larvali e substrati trofici misti costituiti da prede vive

provenienti da colture parallele e da zooplancton naturale introdotto dall’esterno e mantenuto in coltura nelle vasche d’allevamento. Il metodo dei Grandi Volumi produce avannotti di spigola con sopravvivenze superiori al 40%.

I costi di produzione sono generalmente più bassi di quelli di sistemi intensivi, perché è semplificata la gestione e ridotta la manodopera. La qualità degli avannotti è generalmente superiore a quella di avannotti ottenuti con tecniche intensive, per performance di crescita, assenza di anomalie scheletriche, similitudine di forma con il selvatico e capacità di adattamento ad ambienti estensivi e naturali.

Generalmente la riproduzione viene effettuata in impianti da terra con riproduttori selvatici, tenuti insieme in ampie vasche con appropriato fotoperiodo. Numerose specie allevate usano sincronizzare l’orologio biologico interno sui cicli di luce e di temperatura dell’ambiente in cui vivono. Questi fenomeni vengono sfruttati dagli allevatori per ottenere la maturazione delle gonadi e quindi la riproduzione al di fuori delle stagioni naturali.

I riproduttori di spigola mantenuti in stabulazione, iniziano a deporre spontaneamente le uova a partire da circa 20 giorni dopo il naturale abbassamento della temperatura che lungo le coste tirreniche italiane si verifica all’inizio del mese di marzo. Le uova emesse vengono fecondate naturalmente e spontaneamente nelle stesse vasche dei riproduttori. Pesano circa 1 mg cadauna, hanno un diametro di 900-1000 micron ed una densità inferiore a quella dell’acqua di mare alla salinità di 35 g/l, pertanto galleggiano sulla superficie dell’acqua. Diversamente le uova non feconde o comunque non adatte per il proseguimento dello sviluppo embrionale tenderanno a precipitare alla stessa salinità. Le uova galleggianti, per forza centrifuga vengono spinte verso la parete esterna della vasca dove trovano un tubo collettore aperto controcorrente che le convoglia in una vasca esterna da 1 mc (Figg 10, 11, 12 e 13). La schiusa avviene generalmente dopo circa 72 ore dalla deposizione, in altre vasche incubatrici, generalmente tenute al buio o comunque con fotoperiodo controllato, dove le larve rimangono fino alla comparsa della vescica natatoria (Figg 14, 15 e 16). Una volta consumato il sacco vitellino le larve hanno bisogno di essere nutrite, per cui le si somministra Brachionus plicatilis dal 4° giorno e Artemia salina dall’8° giorno dalla schiusa (Fig 17). In commercio esistono diversi tipi di Artemia salina in base alla grandezza del nauplio ed alle caratteristiche qualitative in acidi grassi, i tipi più indicati per la spigola sono: “Bass Entrée”, “AF 480” ed “EG”. Per favorire una organogenesi ottimale, i metanauplii di Artemia salina vengono arricchiti con integratori a base di acidi grassi essenziali.

Lo svezzamento con mangimi secchi inizia in periodi compresi tra i 25 ed i 40 giorni dalla schiusa, a seconda della temperatura ambientale. Lo svezzamento si concluderà circa 60 giorni dopo la schiusa ed è la fase più delicata di tutto il ciclo vitale.

Dal momento in cui gli avannotti sono svezzati e abituati all’alimentazione secca possono essere inviati alla “semina”. Inizia così la fase di Preingrasso. I pesci vengono mantenuti in vasche chiamate nursery che possono essere alloggiate all’aperto o al coperto (Fig 18 e 19). In esse vengono messi gli avannotti selezionati. Le nursery accolgono gli avannotti per 3-4 mesi, fino alla taglia di 20 g circa. Da questa taglia in poi gli avannotti passano alla fase di Ingrasso, in vasche raceways (Fig 20) oppure nelle gabbia a mare, fino alla taglia commercializzabile che in genere si aggira intorno ai 350 g. La crescita individuale è influenzata da vari fattori: temperatura, distribuzione di mangime, ossigenazione, condizioni sociali della popolazione.

La densità degli animali è inoltre il parametro che può influenzare la produttività dell’impianto. La densità viene limitata maggiormente da: ossigeno, ammoniaca, ricambi idrici. Per una corretta valutazione della massima densità di popolazione accettabile bisogna tenere presente la temperatura.

A temperature di 22-24°C la biomassa raddoppia ogni tre mesi circa, mentre a temperature inferiori ai 13°C essa rimane pressoché costante per molti mesi.

La densità ideale è 18-20 kg/mc. Maggiore è il livello di specializzazione dell’impianto è maggiore può essere la densità da mantenere (Fig 21); in condizioni ideali, con ossigeno puro, la densità può superare i 40 kg /mc.

La velocità di accrescimento dei giovanili di spigola varia a seconda della disponibilità naturale di cibo o della quota di integrazione, della latitudine dell’allevamento e della densità di semina: generalmente in natura raggiungono una taglia di circa 350 g in 30 mesi nelle valli venete e 24 mesi in Sicilia. La disponibilità di acque riscaldate tra l’autunno e la primavera, permette di accelerare la crescita e di anticipare il raggiungimento della taglia commerciale. I giovanili di spigola fanno infatti registrare un buon accrescimento se allevati in condizioni di temperatura favorevole: in allevamento intensivo tra 18 e 24°C possono raggiungere 350-500 g nell’arco di 13-17 mesi.

 

3.2 L’Orata (Sparus aurata)

L’orata, (Sparus aurata Figg 22 e 23) della famiglia degli Sparidi, ha corpo arrotondato con peduncolo caudale sottile, dorso grigio-azzurro con fianchi argentati percorsi da linee longitudinali grigiastre, e presenta una fascia nera ed una dorata tra gli occhi. L’opercolo branchiale ha il margine rossastro, sfumature azzurrognole sulla dorsale e grigio-verdastre sulla caudale. Vive lungo le coste dell’Atlantico, dal Senegal all’Inghilterra, presso tutte le coste del Mediterraneo e del Mar Nero ad una profondità tra 10 e 30 m. È una specie meno eurialina della spigola, pur penetrando nelle lagune costiere in estate. Si ciba di molluschi e di altri organismi bentonici. Può raggiungere i 70 cm di lunghezza. È una specie ermafrodita proterandra ed alle nostre latitudini si riproduce tra ottobre e dicembre. L’ovario matura gradatamente e la deposizione delle uova è asincrona lungo un arco temporale, che dura 3 mesi, più ampio rispetto alla spigola. L’uovo è pelagico con un diametro di circa 1 mm.

L’orata si presta meglio di altre specie e certamente meglio della spigola all’alterazione del ciclo ormonale mediante manipolazione dei fattori ambientali in quanto ciò può essere ottenuto lasciando la temperatura quasi costante (18-22 °C) per tutto l’anno, senza necessità di refrigerare l’acqua. I fattori ambientali stimolanti la maturazione delle gonadi sono rappresentati quindi dalla riduzione progressiva del numero di ore di luce. Il fotoperiodo sarà accorciato gradualmente a partire dal mese di maggio, in modo di giungere ai primi di settembre con le ore di luce tipiche dei primi di dicembre. Si scenderà ancora fino a raggiungere 7 ore di luce contro 17 ore di buio. A maturazione ottenuta, anche con trattamenti ormonali esogeni, le uova verranno raccolte e trattate come descritto per quelle di spigola. Quando una femmina di orata inizia a deporre uova, contrariamente alla spigola, continuerà per circa una settimana, fornendo una quantità di uova pari quasi al proprio peso corporeo.

A fine deposizione, le femmine di taglia superiore a 600 grammi possono essere rimosse, saranno automaticamente rimpiazzate dai maschi che invertiranno il sesso. Occorrerà invece rimpiazzare i maschi quando all’inizio del ciclo questi avessero raggiunto taglie di 300 g. A questo punto la luce verrà reimpostata, nel giro di una settimana, al rapporto luce/buio tipico del mese di giugno, per poi farla ridiscendere gradualmente per la riproduzione, almeno due mesi prima del periodo programmato. Il fotoperiodo sarà scalato sopra le tre vasche in modo da poter contare su tre deposizioni in periodi differenti dell’anno, quali maggio, settembre e novembre, in quanto l’inverno sarà coperto dalla deposizione naturale della spigola oppure dell’orata mantenuta a condizioni naturali di luce e temperatura. Le restanti fasi di svezzamento, preingrasso ed ingrasso sono svolte analogamente alla spigola, tranne che per poche peculiarità dell’orata:

- esige un tasso di ossigeno disciolto maggiore e risulta più sensibile alle basse temperature;

- I tempi di accrescimento dell’orata sono più rapidi (Figg 24 e 25).

 

4. Disfunzioni riproduttive e rimedi

 

Le specie ittiche in cattività possono manifestare disfunzioni riproduttive che ostacolano l’emissione spontanea dei gameti. Le disfunzioni riproduttive hanno generalmente una eziologia complessa, derivando dalla combinazioni di fattori di stress indotti dalla cattività e da alterazioni del comportamento, che risultano in alterazioni endocrine dell’asse ipotalamo-ipofisi-gonade. L’asse Ipotalamo–Ipofisi–Gonade svolge un ruolo essenziale nella riproduzione dei vertebrati. L’ipotalamo, sotto effetto di stimoli esogeni ed endogeni, rilascia un fattore di rilascio delle Gonadotropine (GnRH) direttamente nell’ipofisi, la quale produce due tipi di gonadotropine, GTH-I e GTH-II, due proteine dimeriche, composte ciascuna da una subunità a e una b. I livelli nel plasma delle GTH-I tendono ad aumentare durante la vitellogenesi e la spermatogenesi, mentre diminuiscono nell’ ovulazione. Contemporaneamente, i livelli di GTH-II si mantengono bassi nella vitellogenesi e nella spermatogenesi, per poi aumentare nell’ovulazione. Da ciò si evince che il GTH-II è implicato nella maturazione delle gonadi, mentre il GTH-I ha un ruolo nella vitellogenesi e nella spermatogenesi (Nagahama et al, 1994).

Le Gonadotropine, quindi, viaggiano nel sangue fino alle gonadi, le quali produrranno gli ormoni steroidei in quantità dipendente dalla loro concentrazione nel sangue.

Lo stress può essere suddiviso in due principali categorie: lo stress acuto e lo stress cronico. In acquacoltura intensiva il pesce è esposto ad un regime di stress acuto ripetitivo o legato alle attività dell’azienda, come l’alimentazione artificiale, lo svezzamento, manipolazione, selezione, trasporto e trattamenti profilattici, o in altri casi lo stress può essere cronico per il deterioramento della qualità delle acque, elevata densità di allevamento (Cataudella e Bronzi, 2001; Overli et al, 2004).

Tutte queste condizioni portano allo stress che si manifesta in tre tipi di risposte fondamentali: Risposta primaria, in cui si attivano aree del cervello che fanno aumentare la produzione di Catecolammine (come Adrenalina, Noradrenalina e Dopamina Fig 26), Corticosteroidi (Cortisolo – Fig 27, Aldosterone) e oppiacei come la b-endorfina (Aiudi et al, 2005); Risposta secondaria che consiste negli effetti che hanno queste sostanze nel sangue e nei tessuti: aumento della frequenza cardiaca, maggiore fabbisogno di ossigeno, squilibrio nella mobilitazione di substrati; Risposta terziaria che comprende i danni all’organismo ed alla popolazione: disfunzioni nella crescita, nella riproduzione, abbassamento delle difese immunitarie (Guerriero and Ciarcia).

Il grado di disfunzione riproduttiva varia da specie a specie, e interessa più le femmine che i maschi, sebbene in alcune specie anche la produzione dei gameti maschili è condizionata dallo stress. Nelle femmine sono stati riscontrati malfunzionamenti nella vitellogenesi, nella maturazione finale degli ovociti e assenza di deposizione delle uova.

Le prime due disfunzioni sono le più comuni. Per diagnosticarle viene osservato lo stato degli oociti prelevati con biopsia ovarica ad intervalli regolari durante il periodo riproduttivo. Gli allevatori di solito superano queste problematiche somministrando ormoni esogeni o attraverso tecniche di condizionamento ambientale che riproducono, per quanto possibile, le condizioni naturali.

Dopo il riposo sessuale i riproduttori sono generalmente condizionati dal cambiamento del fotoperiodo e termoperiodo, che riproducono le condizioni dell’ambiente naturale e favoriscono l’inizio della gametogenesi. Nei riproduttori in cattività la deposizione spontanea di gameti e la fecondazione naturale non è frequente, anche se alcune specie, come la spigola e alcuni Sparidi, se opportunamente condizionati, possono deporre spontaneamente, senza la somministrazione di ormoni. La deposizione di gameti può essere indotta da variazioni di fotoperiodo e temperatura: nelle specie che depongono in inverno con temperatura e fotoperiodo che via via si riducono nel corso della gametogenesi, abbassamenti anche minimi della temperatura dell’acqua sono uno stimolo all’ovulazione ed allo spawning; viceversa, in specie che si riproducono in primavera-estate, con regimi di temperatura e fotoperiodo crescenti (es. nella ricciola), lo stesso effetto si può ottenere con un aumento di temperatura dell’acqua.

 

4.1 Terapie ormonali

Le terapie ormonali vengono utilizzate per indurre l’ovulazione e lo spawning nelle specie che hanno disfunzioni riproduttive e per sincronizzare le deposizioni e facilitare la raccolta dei gameti nelle specie che depongono spontaneamente. Gli estratti ipofisari utilizzati negli anni ’70, e la gonadotropina corionica umana (hCG) utilizzata alla fine degli anni ’80, sono stati oggi quasi completamente sostituiti da composti a base di peptidi ipotalamici (GnRH), in grado di indurre la sintesi ed il rilascio di gonadotropine endogene (GTH) dall’ipofisi e favorire la maturazione finale degli oociti e l’ovulazione.

L’utilizzo di GnRH ha indubbi vantaggi rispetto all’uso di estratti ipofisari perché permette un dosaggio più preciso, non variabile in funzione del contenuto di GTH dell’ipofisi del donatore, ed evita il rischio di trasmissione di patogeni dal donatore al ricevente. Ci sono vantaggi anche rispetto all’uso di hCG, che per la sua natura immunogenica e l’alto peso molecolare induce frequentemente la produzione di anticorpi specifici e perde di efficacia nei trattamenti prolungati. I GnRH sono piccoli decapeptidi, che agendo ad un livello più alto dell’asse ipotalamo-ipofisi-gonade inducono il rilascio di LH endogeno, senza esitare in reazioni immunitarie e favorendo il rilascio anche di altri ormoni coinvolti nel processo di maturazione finale e nella ovulazione, come la prolattina, l’ormone della crescita e gli ormoni tiroidei. Nelle avannotterie sono oggi utilizzati per lo più i super-active GnRH agonisti sintetici quali il [D-Ala6, Pro9, NEthylamide]-mammalian GnRH ed il [DArg6, Pro9, Nethylamide]-salmon GnRH, che per la loro polarità e la posizione di alcuni amminoacidi resistono meglio alla degradazione enzimatica (endopeptidasi localizzate nell’ipofisi, rene e fegato) ed hanno quindi un tempo di permanenza nel circolo ematico più lungo. Proprio per prolungare la stimolazione è stata recentemente messa a punto una nuova generazione di “sistemi a rilascio prolungato”, che ha dato interessanti risultati su diverse specie ittiche quali spigola, orata, cefalo, pagro, ombrina, cernia bruna. I sistemi più efficaci sono costituiti da matrici biodegradabili a base di co-polimeri dell’acido lattico e dell’acido glicolico in forma di microsfere o impianti solidi costituiti da polimeri dell’acetato di etilene e di vinile (EVAC), che rilasciano lentamente ed in modo continuo il GnRHa contenuto nella matrice, stimolando il rilascio continuo di GTH dall’ipofisi per 2-5 settimane. Promuovono quindi emissioni multiple nelle specie che hanno sviluppo sincrono degli oociti ed ovo-deposizione frazionata come la spigola, nelle specie a ovo-deposizione “sincrona a gruppi”, come l’ombrina, la cernia ed il morone, ed in specie a deposizione asincrona come l’orata. Anche nei maschi sono usati trattamenti a base di GnRHa, generalmente a dosi più basse per promuovere la spermiazione, con l’effetto di aumentare il volume di sperma prodotto, senza alterare la qualità e la concentrazione degli spermatozoi. I vantaggi di questa nuova generazione di induttori della ovulazione sono molteplici: evitano interventi ripetuti sui riproduttori, riducono lo stress che deriva da successive manipolazioni ed anestesie e sono più compatibili con i principi del benessere animale, riducono i tempi di lavoro in avannotteria e quindi i costi, promuovono emissioni multiple, senza ridurre la qualità delle uova.

 

4.2 Manipolazione del Fotoperiodo e Termoperiodo

 

Nelle avannotterie mediterranee di tipo monospecifico, quelle cioè che riproducono 1-2 specie, sono attualmente utilizzate tecniche di fotoperiodo e termoperiodo per manipolare il ciclo riproduttivo ed estendere il periodo produttivo nelle specie a periodicità riproduttiva stagionale.

I tre metodi più utilizzati prevedono:

• cicli naturali di luce traslati di 3 mesi;

• alternanza di brevi e lunghi periodi di luce;

• cicli di fotoperiodo compressi.

L’adattamento dei riproduttori a questi cicli richiede tempi lunghi, locali attrezzati con lampade che riproducano l’effetto alba-tramonto, teloni per ricreare condizioni di buio completo, sistemi di raffreddamento e riscaldamento dell’acqua, software e controllo computerizzato. I vantaggi dell’applicazione di queste tecniche sono molti: riducono la stagionalità del lavoro nelle avannotterie; rendono disponibile seme di spigola e orata per l’allevamento per 7-10 mesi l’anno; permettono ai produttori di alternare cicli di produzione negli impianti, e quindi di disporre di prodotto a taglia commerciale in tutti i periodi dell’anno per il mercato. Tecniche di fototermoperiodo sono anche utilizzate per ritardare la maturità sessuale nelle specie che hanno riduzione del tasso di crescita, o della qualità delle carni nel periodo riproduttivo. La qualità dei gameti prodotti con tali tecniche non è, tuttavia, elevata. In genere, l’avanzamento del periodo riproduttivo porta alla produzione di uova più piccole, mentre un ritardo induce la produzione di uova più grandi, ed in entrambi i casi la qualità delle larve è generalmente inferiore rispetto a quella ottenuta con uova deposte nel periodo naturale. Il Codice di Condotta per la Pesca Responsabile (CCPR 9.3.4) raccomanda l’utilizzo di cicli naturali per la produzione di avannotti. L’obiettivo primario del controllo e della manipolazione del ciclo riproduttivo è la produzione massima di uova di buona qualità. Il riconoscimento delle uova di buona qualità è guidato dalle percentuali di fertilizzazione e di schiusa elevate e dalla produzione di giovanili con le caratteristiche desiderate. Generalmente, nelle avannotterie per selezionare le uova di qualità si effettuano controlli basati sulle caratteristiche morfologiche e fisiche delle uova, quali: le dimensioni, l’aspetto e la trasparenza, la galleggiabilità, le caratteristiche dello spazio perivitellino, il numero di globuli lipidici, la morfologia dei blastomeri, oltre l’assenza di parassiti e microrganismi sulla superficie. La qualità delle uova è il risultato dell’interazione di diversi fattori biotici e abiotici, tra gli altri: il patrimonio genetico e la condizione nutrizionale dei genitori, la qualità dello sperma, la composizione chimica, le procedure utilizzate per la raccolta, il trasferimento e l’incubazione. Gli effetti di questi fattori variano da specie e specie. È stato dimostrato, ad esempio nei Salmonidi, che la riduzione di variabilità genetica nei riproduttori può avere effetti sulla fecondità, percentuale di fertilizzazione e schiusa delle uova. Carenze nutrizionali, in particolare di acidi grassi poliinsaturi della serie n-3 (HUFA), si riflettono sulla composizione in lipidi delle uova e possono ridurre la sopravvivenza delle larve in spigola e orata, mentre carenze di microelementi e di vitamine nelle uova influenzano l’accrescimento larvale. Manipolazioni non adeguate durante le operazioni di raccolta, conta, disinfezione e trasporto riducono le percentuali di schiusa e di sopravvivenza dei primi stadi larvali. Per favorire un corretto sviluppo embrionale, sono determinanti: la temperatura d’incubazione e di schiusa, l’idrodinamismo nelle fasi di schiusa, il pH, la salinità, il contenuto di ammoniaca e di ossigeno disciolto, l’alcalinità e la durezza dell’acqua, le concentrazioni di anioni, l’assenza di sostanze tossiche organiche ed inorganiche. Per ridurre il rischio di diffusione di agenti patogeni nell’ambiente la maggior parte delle avannotterie ha adottato procedure di disinfezione delle uova e degli ambienti dove avviene l’incubazione. Sono utilizzati iodio e formalina per ridurre la carica microbica di batteri saprofiti ed opportunisti (Aeromonas sp., Vibrio spp.) sulla superficie delle uova, e per mantenere elevata l’igiene negli ambienti utilizzati per l’incubazione. Questi trattamenti sono indubbiamente efficaci e riducono i rischi di trasmissione di patogeni ambientali, riducendo di fatto l’uso di antibiotici e disinfettanti nelle prime fasi di allevamento larvale. Tuttavia, proprio perché necessari e frequenti, bisogna sempre applicare dei protocolli che mantengano un uso responsabile di questi prodotti, specificando l’utilizzo delle dosi minime efficaci, dei contenitori e del ricircolo dell’acqua. Nei confronti di patologie a trasmissione verticale, come nel caso della nodavirosi della spigola e dell’ombrina, i trattamenti di disinfezione dell’acqua e delle uova non sono efficaci e la prevenzione deve essere fatta a monte sui riproduttori.

Infine, per ridurre la possibilità che si manifestino malattie, è buona norma mantenere alto il benessere dell’animale, in quanto, come abbiamo accennato sopra, la risposta ai fattori di stress prevede un indebolimento delle difese immunitarie, favorendo l’insorgere di patologie e compromettendo l’intero ciclo produttivo di un impianto.


5. Immagini

Fig 1: Acquacoltura intensiva da terra (Foto: www.isufol.net)

Fig 2: Maricoltura (Foto: www.adaq.it)

Fig 3: Gabbie galleggianti (Foto: nuke.asapmare.it)

Fig 4: Dicentrarchus labrax (Foto www.Fao.org)

Fig 5: Dicentrarchus labrax (Foto F. Crocetta)

Fig 6: Embriogenesi della Spigola (Immagine di  Barnabè)


Fig 7: Ciclo di produzione intensivo della Spigola (www.fao.org)

Fig 8:  Rotifero (Foto www.fish.nagasaki-u.ac.jp)Fig 9: Artemia salina (Foto M. Richter)

Fig 10: Particolare del collettore per la raccolta delle uova (Panittica, foto Florenza Lentini)


Fig 11: Collegamento tra il collettore e la vasca di raccolta delle uova (Panittica, foto F.Lentini)


Fig 12: Vasca di raccolta delle uova (Panittica, foto Vincenzo Pennone)


Fig 13: Controllo della morfologia delle uova (Panittica, foto V.Pennone)


Fig 14: Vasche di incubazione (Panittica, Foto A. Lostia)



Fig 15: Larva di Spigola (Foto B. Uebershar)


Fig 16: Sviluppo larvale della Spigola (Immagine di Halbeisen HW )


Fig 17: Vasche di svezzamento larvale (Panittica, Foto V. Pennone)


Fig 18: Nursery (Panittica, Foto V. Pennone)



Fig 19: Interno di una Nursery (Panittica, Foto V. Pennone)


Fig 20: Tipiche vasche Raceways (Foto S. Ciancimino)


Fig 21: Moltitudine di avannotti di spigola (Panittica, Foto V. Pennone)





Fig 22: Sparus aurata (www.fao.org)



Fig 23: Sparus aurata (Foto G. Neto)


Fig 24: Sviluppo larvale di Orata (Immagine di Arias e Drake)


Fig 25: Selezione degli avannotti prima della vendita (Panittica, Foto V. Pennone)


Fig 26: A) Adrenalina; B) Noradrenalina; C) Dopamina


Fig 27:  Cortisolo


6. Bibliografia

www.fao.org

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